The results of using the real-time PCR method for examination of the placental microbial landscape
- Authors: Kaganova M.A.1, Spiridonova N.V.1
-
Affiliations:
- Samara State Medical University
- Issue: Vol 23, No 1 (2023)
- Pages: 4-9
- Section: OBSTETRICS AND GYNECOLOGY
- URL: https://aspvestnik.ru/2410-3764/article/view/321495
- DOI: https://doi.org/10.55531/2072-2354.2023.23.1.4-9
- ID: 321495
Cite item
Full Text
Abstract
Aim – to study the microbiome of the placenta in full-term pregnancy with premature rupture of the membranes (PROM) in comparison with the intact membranes.
Material and methods. The study was conducted on the basis of Samara City Clinical Hospital N 1 named after N.I. Pirogov and involved 43 pregnant women at 37-41 weeks of gestation subject to elective cesarean section. The patients were divided in two groups: the main group included 24 women with PROM, the control group was formed with 19 women with intact fetal membranes. The placental tissues were taken for the real-time PCR-test for the following microorganisms: Lactobacillus spp., Enterobacteriaceae, Streptococcus spp., Staphylococcus spp., Gardnerella vaginalis / Prevotella bivia / Porphyromonas spp., Eubacterium spp., Sneathia spp. / Leptotrihia spp. / Fusobacterium spp., Megasphaera spp. / Veillonella spp. / Dialister spp., Lachnobacterium spp. / Clostridium spp., Mobiluncus spp. / Corynebacterium spp., Peptostreptococcus spp., Atopobium vaginae, Mycoplasma hominis, Ureaplasma (urealyticum + parvum), Candida spp., Mycoplasma genitalium.
Results. At the end of physiological full-term pregnancy, the bacterial population was detected in 66.7% of placentas in the main group, total bacterial count – Ме 103,2 Q1:Q3 0,0 – 103,4 GE/sample; and in 78.9% of the placentas in the control group, total bacterial count – Ме 103,3 Q1:Q3 103,1 – 103,5 GE/sample. The main representatives of the identified microorganisms were Enterobacteriaceae spp. (Me 103,2 GE/sample for PROM and Me 103,2 GE/sample for intact amniotic sac (p>0.05)). Lactobacillus spp. were determined in the placenta only in the PROM group in 8.3% of patients. The presence of Lactobacillus spp. in the tissues of the placenta is typical only for patients with PROM. Microorganisms not identified by the Femoflor-16 test were found in 50% of patients with PROM, Me 102,1 GE/sample, and in 63.2% of patients with an intact fetal bladder, Me 103,2 GE/sample, (p = 0.09). No correlation was found between PROM incidents and the characteristics of the placental microbiota.
Conclusion. In case of physiologically proceeding full-term pregnancy, it is possible to detect using the real-time PCM test a bacterial population represented by the Enterobacteriaceae spp., while in cases of PROM, Lactobacillus spp. and anaerobic vaginal flora were also detected in placental samples.
Full Text
Список сокращений
ПРПО – преждевременный разрыв плодных оболочек; КВМ – качество взятия материала; ОБМ – общая бактериальная масса.
ВВЕДЕНИЕ
В современном акушерстве особенности плацентарной микробиоты и ее регулирующего влияния на беременность являются ключевым вопросом. Если в прошлом столетии считалось, что плацента, плодные оболочки и околоплодные воды в норме должны быть стерильными [1, 2], то уже в начале 2000-х годов появились работы, свидетельствующие о существовании уникального плацентарного микробиома [3, 4]. Было обнаружено, что плацентарные микробы могут быть имплантированы в плаценту через урогенитально-плацентарный, желудочно-кишечно-плацентарный и орально-плацентарный пути [5–8]. Анализ полости матки при гистерэктомиях также продемонстрировал ее нестерильность [9]. Микробиота плаценты и околоплодных вод может играть как положительную роль, подготавливая иммунную систему плода к внеутробному существованию, так и отрицательную, так как многие микроорганизмы ассоциированы с абортами, хориоамнионитом, преждевременным разрывом плодных оболочек, преждевременными родами и мертворождением [10–13]. Основными факторами, влияющими на микробиологию плаценты, являются ожирение, гестационный сахарный диабет, пробиотики и антибиотики во время беременности [12, 14, 15]. Научному миру еще предстоит разобраться в особенностях микробиоты фетоплацентарного комплекса и ее влиянии на развитие осложнений гестации, материнскую и перинатальную заболеваемость.
ЦЕЛЬ
C помощью метода ПЦР в режиме реального времени изучить микробный пейзаж плаценты при доношенной беременности при преждевременном разрыве плодных оболочек (ПРПО) в сравнении с интактным плодным пузырем.
МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ
Исследование выполнено на базе родильных отделений ГКБ №1 им. Н.И. Пирогова г. Самары c января 2017 года до января 2020 года. В исследование были включены 43 беременных в сроке беременности 37–41 неделя. В основную группу вошли 24 пациентки с ПРПО, группу контроля составили 19 пациенток с интактными плодными оболочками.
Критерии включения в основную группу: срок беременности 37–41,6 недели, ПРПО, наличие показаний к кесареву сечению (неправильное положение или предлежание плода и/или рубец на матке после операции кесарева сечения).
Критерии включения в группу контроля: беременность 37–41,6 недели без отхождения околоплодных вод, плановое кесарево сечение (неправильное положение или предлежание плода и/или рубец на матке после операции кесарева сечения).
Критерии исключения: беременные, относящиеся к группе высокого риска, согласно порядку оказания помощи по профилю «Акушерство и гинекология» №572 от 01.11.2012, а именно: соматические или акушерские осложнения, такие как сахарный и гестационный диабет, повышенное артериальное давление, задержка внутриутробного развития, вагинальное кровотечение, предлежание плаценты, подозрение на макросомию плода, внутрипеченочный холестаз, многоплодная беременность, мекониальное окрашивание околоплодных вод, признаки острой инфекции и обострения хронической, наличие кольпита.
У пациенток выполнено исследование микробиоты плацент методом ПЦР-РВ, тест Фемофлор-16 (Lactobacillus spp., Enterobacteriaceae, Streptococcus spp., Staphylococcus spp., Gardnerella vaginalis / Prevotella bivia / Porphyromonas spp., Eubacterium spp., Sneathia spp. / Leptotrihia spp. / Fusobacterium spp., Megasphaera spp. / Veillonella spp. / Dialister spp., Lachnobacterium spp. / Clostridium spp., Mobiluncus spp. / Corynebacterium spp., Peptostreptococcus spp., Atopobium vaginae, Mycoplasma hominis, Ureaplasma (urealyticum + parvum), Candida spp., Mycoplasma genitalis). Тест Фемофлор-16, который первоначально разработан для оценки микробиоты влагалища, был использован нами с целью оценки микробного состава плаценты, поскольку с помощью данной технологии возможен анализ биоты различных биотопов [16–19].
Забор образца плаценты проводился в стерильных условиях во время операции кесарева сечения. Плацента извлекалась, и в пределах операционного поля проводился забор образца. Посередине расстояния от места прикрепления пуповины до наиболее отдаленной точки края плаценты с помощью конхотома с диаметром рабочей поверхности 9,4 мм отсекался стандартный образец ткани плаценты с захватом участка из глубины плаценты (с предварительным отсечением амниона, хорионической пластинки и децидуальной ткани с материнской стороны), который затем помещался в пробирку 1,5 мл «эппендорф» с транспортной средой (физиологический раствор или «Проба-Рапид» производства ООО «НПО ДНК-Технология»).
При анализе оценивалось качество взятия материала (КВМ), которое во всех случаях было адекватным (более 104 ГЭ/образце). Выполнялось определение общей бактериальной массы (ОБМ), так называемой лабораторной ОБМ (ОБМл), содержания Lactobacillus spp. и остальных вышеперечисленных видов, входящих в данную панель. Количественная оценка выявленных микроорганизмов приводилась как в абсолютных числах – количество ДНК искомого микроорганизма в образце, выраженное в ГЭ/мл и представленное в виде десятичного логарифма – lg, расчетная ОБМ (ОБМр) получалась из суммы абсолютного количества выявленных микроорганизмов в образце.
Статистический анализ. Обработку результатов исследования проводили с помощью программы Statistica 10.0, SPSS 13. Данные представлены следующим образом: абсолютные количества – в виде среднего десятичных логарифмов, сравнение абсолютного количества в группах выполнялось с помощью критерия Манна – Уитни. Частота выявления микроорганизмов представлена в процентах, а также в относительных процентах относительно лабораторной ОБМ. Количественные показатели с нормальным распределением представлены средним арифметическим (М) со стандартным отклонением (SD). Сравнение количественных признаков при нормальном распределении проводилось с помощью критерия Стьюдента. Анализ качественных признаков проводился с помощью таблиц сопряженности, с применением критерия Хи-квадрат либо двустороннего критерия Фишера. Статистически значимыми считали различия при p<0,05.
Проведение исследования было одобрено на заседании комитета по биоэтике (протокол №207 от 20.05.2020 г.), все пациентки дали письменное информированное согласие на участие в исследовании.
РЕЗУЛЬТАТЫ
Исследуемые группы были сопоставимы между собой по возрасту (32,2 (5,4) года и 31,0 (5,3) года, Т=0,73; р=0,465), паритету родов (число первородящих в основной группе – 12 беременных (50,0%), в контрольной – 7 беременных (36,8%) (р=0,291) и беременностей (2,29 (1,21) и 2,47 (1,71); Т=-0,443; р=0,792). Средний срок гестации в основной группе был ниже – 38,2 (0,92) недели, чем в контрольной группе – 39,3 (0,65) недели (Т=-4,74; р=0,000). Результаты анализа ПЦР-РВ образцов плаценты представлены в таблице 1.
Таблица 1 . Распределение микроорганизмов в ткани плаценты в зависимости от целостности плодного пузыря при доношенной беременности, определенное методом ПЦР-РВ
Table 1. The distribution of microorganisms in placental tissue depending on the integrity of the fetal bladder during full-term pregnancy, determined by real-time PCR
Показатели | Основная группа (n=24) | Группа контроля (n=19) | р1 | р2 | ||
n, % | Абс., lg (Ме (Q1; Q3)) | n, % | Абс., lg (Ме (Q1; Q3)) | |||
КВМ | 24 (100) | 5,2 (4,9; 5,5) | 19 (100) | 5,5 (4,9; 6,1) | - | 0,20 |
ОБМ лабораторная | 16 (66,7) | 3,2 (0; 3,4) | 15 (78,9) | 3,3 (3,1; 3,5) | 0,39 | 0,31 |
ОБМ расчетная | 7 (29,2) | 0 (0; 3,0) | 5 (26,3) | 0 (0; 3,1) | 0,36 | 0,84 |
Lactobacillus spp. | 2 (8,3) | 4,4 (3,3; 4,7) | 0 | н/о | 0,21 | 0,22 |
Enterobacteriaceae spp. | 4 (16,7) | 3,2 (0; 3,2) | 5 (26,3) | 3,2 (3,1; 3,2) | 0,52 | 0,42 |
Streptococcus spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Staphylococcus spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Gardnerella vaginalis+Prevotella bivia+Porphyromonas spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Eubacterium spp. | 1 (4,2) | 3,0 | 0 | н/о | 0,40 | 0,40 |
Sneathia spp.+Leptotrichia spp.+Fusobacterium spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Megasphaera spp.+Veillonella spp.+Dialister spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Lachnobacterium spp.+Clostridium spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Mobiluncus spp.+Corynebacterium spp. | 2 (8,3) | 3,1(3,0; 3,1) | 0 | н/о | 0,22 | 0,22 |
Peptostreptococcus spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | ||
Atopobium vaginae | 1 (4,2) | 1,3 | 0 | н/о | 1,00 | 0,40 |
Candida spp. | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Mycoplasma hominis | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Ureaplasma (urealyticum + parvum) | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Mycoplasma genitalium | 0 | н/о | 0 | н/о | . | . |
Неизвестные виды | 12 (50,0) | 2,1 (0; 3,3) | 12 (63,2) | 3,2 (0; 3,4) | 0,36 | 0,09 |
Стерильные | 8 (33,3) | н/о | 4 (21) | н/о | 0,13 | - |
Анаэробы | 4 (16,7) | 0 (0,0) | 0 | 0 (0;0) | 0,06 | 0,36 |
Примечание: р1 – точный критерий Фишера; р2 – критерий Манна – Уитни.
Все образцы имели хорошее КВМ: основная группа – 105,2 ГЭ/образце (104,9; 105,5) и контрольная – 105,5 ГЭ/образце (104,9; 106,1).
ОБМл в обеих группах была выше, чем ОБМр. Частота выявления ОБМл в основной группе составила 16 беременных (66,7%), а в контрольной группе – 15 случаев (78,9%) (р=0,39), частота положительной ОБМр была ниже в обеих группах: 7 случаев (29,2%) и 5 случаев (26,3%) соответственно (р=0,36). Наибольшую частоту составляли так называемые «неидентифицируемые» виды: 12 случаев (50,0%) в основной группе и 12 (63,2%) в контрольной группе (р=0,36). Под неидентифицируемыми видами мы понимали ситуации, когда ОБМл определялась, то есть наличие ДНК некой микробной массы присутствовало, а все перечисленные в панели микроорганизмы не определялись.
В основной группе ОБМл и ОБМр были сопоставимы с таковыми показателями в контрольной группе. При целом плодном пузыре из идентифицируемых микроорганизмов были выявлены представители Enterobacteriaceae spp. в 5 случаях (26,3%), другие виды микроорганизмов не определялись. В основной группе разнообразие видов микроорганизмов было значимо больше: на первом месте по частоте выявления также наблюдались Enterobacteriaceae spp. – 4 случая (16,7%). Lactobacillus spp. и анаэробы выявлены только в основной группе в 2 случаях (8,3%) и 4 случаях (16,7), однако различия были не значимы (р=0,21 и р=0,06). Из анаэробов в единичных случаях в основной группе были выявлены Eubacterium spp. (4,2%), Atopobium vaginae (4,2%), Mobiluncus spp. + Corynebacterium spp. (8,3%%).
ОБСУЖДЕНИЕ
Появление современных методов исследования, таких как амплификация генов и секвенирование ДНК, позволило совершить прорыв в метагеномике, которая может идентифицировать геном хозяина с обитающими микроорганизмами в определенной эконише. С внедрением новых методов вопрос о существовании микробиоты плаценты и понятие о том, что есть его норма и патология при беременности, становятся краеугольным камнем больших акушерских синдромов. Более современные исследования с применением культуральных и метагеномных методик демонстрируют наличие микроорганизмов в полости матки и плаценте при физиологически протекающей беременности [5, 8, 13, 20]. Однако в ряде других исследований указывается, что существование плацентарной микробиоты весьма сомнительно, так как бактериальная колонизация имеет низкую биомассу и, следовательно, может являться просто результатом загрязнения [21–23].
Большинство микроорганизмов, населяющих человеческий организм, не растут in vitro, и поэтому исследование микробиома стало доступным только при использовании высокотехнологичных методов – секвенировании генома, ПЦР-диагностике. Проект «Микробиом человека» [14] был начат в 2008 году Национальным институтом здоровья (NICE) с целью характеристики колонизации всего бактериального сообщества «Тело человека». Это позволило бы определить, существует ли связь между микробиомными изменениями и появлением специфических заболеваний.
Если в более ранних публикациях речь шла о Lactobacillus и Bifidobacterium (обитателях нормальной кишечной микрофлоры) в биоптатах плаценты [24], то сейчас при физиологически протекающей беременности во многих исследованиях доказано пребывание в тканях плаценты ДНК Enterobacteriaceae spp. [11, 25], что совпадает с полученными нами данными. По результатам работы A.L. Prince [11] в плаценте выявляются Рroteobacteria, Enterobacteriaceae (Enterobacter, Escherichia, Shigella), Lactobacillus и Propionbacteriaceae. В другом исследовании в плаценте идентифицированы Staphylococcus spp. и Streptococcus spp. [26].
Наличие Lactobacillus и Propionibacterium в плаценте, а также в кишечнике плода позволяет новорожденному проявлять толерантность к бактериям через феномен прайминга, способствует врожденной экспрессии генов иммунитета у плода и созданию здорового микробиома у новорожденного [11, 27]. Присутствие микробной колонизации плаценты у большинства женщин без явных неблагоприятных перинатальных исходов подтверждает, что плацентарный микробиом может быть полезным [28, 29]. В рамках нашего исследования у пациенток с интактным плодным пузырем у 78,9% была выявлена общая бактериальная масса, а идентифицированы микробы с помощью панели «Фемофлор» были только у 26% – Enterobacteriaceae spр., однако при условии наличия столь высокого процента микробного обсеменения, септических либо других осложнений у обследованных пациенток в послеродовом периоде не наблюдалось, соответственно выявление плацентарного микробиома не является предиктором септических осложнений.
Секвенирование всего генома продемонстрировало, что плацента содержит уникальный микробиом, несколько похожий на оральный, а не вагинальный [2, 8]. Однако не совсем понятно, характерно ли это сходство для физиологически протекающей беременности, или связь реализуется при инфекциях пародонта и впоследствии приводит к повышению частоты осложнений [4, 11, 27]. Так, предполагаемая связь между дисбиозом полости рта и осложнениями беременности ставит в центр дискуссии вопрос о микробиоте плаценты: клинические исследования связи между гингивитом и преждевременными родами выявили наличие бактерий в очень старых структурах плаценты – виллезном дереве и базальной пластинке [30].
Культурно-зависимые исследования идентифицировали представителей родов Prevotella, Bacteroides, Peptostreptococcus, Gardnerella, Mobiluncus и Mycoplasma genitalium в плацентах женщин, родивших недоношенных с преэклампсией или без нее, что предполагает участие нескольких штаммов бактерий в патогенезе акушерских осложнений [33], как видно, все они являются участниками формирования бактериального вагиноза. Исследования плацентарной микробиоты при преждевременных родах на основе ДНК показали повышенное обогащение видов Burkholderia и увеличенное относительное содержание Protobacteria и Actinomyces spp., а также других смешанных некультивируемых анаэробов [33]. Однако в случае хорио-амнионита было зарегистрировано более высокое содержание Streptococcus agalactiae, Fusobacterium nucleatum и Ureaplasma parvum [33]. Учитывая критерии исключения в группах обследуемых и доношенную беременность, вышеперечисленные виды микроорганизмов выявлены не были. Более того, выявление Enterobacteriaceae spp., Lactobacillus spp. и остальных представителей анаэробной микробиоты не являлось предиктором неблагоприятных материнских и перинатальных исходов. Во всех случаях гнойно-септических осложнений у новорожденных и матерей не наблюдалось.
Таким образом, плацента содержит некую ДНК микроорганизмов. Нельзя утверждать, что это микробиота в общепринятом понимании, которая может быть культивирована при микробиологическом исследовании, что подтвердили результаты микробиологического исследования в нашей работе. Тем не менее плацента исходно развивается не в стерильной среде (эндометрий в норме содержит собственную микробиоту), и, соответственно, ее обсеменение может происходить как контактно, так и гематогенно. Ряд исследований демонстрирует наличие микробного генетического материала как на плаценте, так и в эндометрии здоровых женщин вне беременности [1, 5, 13, 26, 31].
Несовпадение лабораторной ОБМ и суммарного количества идентифицированных микроорганизмов – расчетной ОБМ, говорит о том, что в исследуемом биоматериале присутствуют микроорганизмы, выявление которых не предусмотрено используемым набором реагентов. Максимальная частота «неизвестных» видов выявлена у пациенток с интактными оболочками. Наше исследование подтвердило данные других авторов [11, 25] о том, что при физиологически протекающей беременности наиболее часто идентифицируются Propionibacterium spp., Protobacteria, Bacteroides, Fusobacteria [31], Firmicutes [25].
ВЫВОДЫ
Таким образом, ОБМ плаценты была выявлена у 66,7% пациенток при ПРПО и у 78,9% при интактном плодном пузыре. Основными представителями в плаценте были микроорганизмы семейства Enterobacteriaceae spp.: Ме 103,2 ГЭ/образце при ПРПО и Ме 103,2 ГЭ/образце – при интактном плодном пузыре (р>0,05). Не идентифицированные тестом «Фемофлор-16» микроорганизмы установлены у 50% пациенток с ПРПО с Ме 102,1 ГЭ/образце и у 63,2% пациенток с интактным плодным пузырем с Ме 103,2 ГЭ/образце. Взаимосвязи между ПРПО и особенностями микробиоты плаценты не установлено, однако присутствие Lactobacillus spp., анаэробов в тканях плаценты характерно только для пациенток с ПРПО.
Конфликт интересов: авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов, требующего раскрытия в данной статье.
About the authors
Mariya A. Kaganova
Samara State Medical University
Author for correspondence.
Email: m.a.kaganova@samsmu.ru
ORCID iD: 0000-0001-5879-418X
PhD, Associate Professor, Department of Obstetrics and Gynecology of the Institute of Postgraduate Education
Russian Federation, SamaraNatalya V. Spiridonova
Samara State Medical University
Email: n.v.spiridonova@samsmu.ru
ORCID iD: 0000-0003-3928-3784
PhD, Professor, Head of the Department of Obstetrics and Gynecology of the Institute of Postgraduate Education
Russian Federation, SamaraReferences
- Han YW, Shen T, Chung P, et al. Uncultivated bacteria as etiologic agents of intra-amniotic inflammation leading to preterm birth. J Clin Microbiol. 2009;47:38-47. doi: 10.1128/JCM.01206-08
- Goldenberg RL, Hauth JC, Andrews WW. Intrauterine infection and preterm delivery. N Engl J Med. 2000;342:1500-7. doi: 10.1056/NEJM200005183422007
- Stout MJ, Conlon B, Landeau M, et al. Identification of intracellular bacteria in the basal plate of the human placenta in term and preterm gestations. Am J Obstet Gynecol. 2013;208(3):226.e1-7. doi: 10.1016/j.ajog.2013.01.018
- Satokari R, Gronroos T, Laitinen K, et al. Bifidobacterium and Lactobacillus DNA in the human placenta. Lett Appl Microbiol. 2009;48:8-12. doi: 10.1111/j.1472-765X.2008.02475.x.
- Parnell LA, Briggs CM, Cao B, et al. Microbial communities in placentas from term normal pregnancy exhibit spatially variable profiles. Sci Rep. 2017;7:11200. doi: 10.1038/s41598-017-11514-4
- Lim ES, Rodriges C, Holtz LR. Amniotic fluid from healthy term pregnancies does not harbor a detectable microbial community. Microbiome. 2018;6:87. doi: 10.1186/s40168-018-0475-7
- Collado MC, Rautava S, Aakko J, et al. Human gut colonisation may be initiated in utero by distinct microbial communities in the placenta and amniotic fluid. Sci Rep. [Internet]. Elsivier BV. 2015;212;1;57-58. doi: 1016/j.ajog.2014.10.128
- Aagaard K, Ma J, Antony KM, et al. The placenta harbors a unique microbiome. Sci Transl Med. [Internet]. American Association for the Advancement of Science (AAAS).2014;6:237ra265-237ra65. doi: 10.1126/scitranslmed.3008599
- Mitchell CM, Haick A, Nkwopara E. Colonization of the upper genital tract by vaginal bacterial species in non-pregnant women. Am J Obstet Gynecol. 2015;212;5;611.e1-9. doi: 10.1016/j.ajog.2014.11.043
- Chen HJ, Gur TL. Intrauterine Microbiota: Missing, or the Missing Link? Trends Neurosci. 2019;42:402-413. doi: 10.1016/j.tins.2019.03.008
- Prince AL, Ma J, Kannan PS, et al. The placental membrane microbiome is altered among subjects with spontaneous preterm birth with and without chorioamnionitis. Am J Obstet Gynecol. 2016;214(5):627.e1-627.e16. doi: 10.1016/j.ajog.2016.01.193
- Popova EN, Gordeev IG. Modern ideas about the human microbiota. In: Microbiota. Ed. Nikonova E.N. M., 2019;5-19. (In Russ.). [Попова Е.Н., Гордеев И.Г. Современные представления о микробиоте человека. В кн.: Микробиота. Под ред. Никоновой Е.Н. М., 2019;5-19].
- Fox C, Eichelberger K. Maternal microbiome and pregnancy outcomes. Fertil Steril. 2015;104(6):1358-63. doi: 10.1016/j.fertnstert.2015.09.037
- Peterson J, Garges S, Giovanni M, et al. The NIH Human Microbiome Project. Genome Res. 2009;19,2317-2323. doi: 10.1101/gr.096651.109
- Lipatov IS, Tezikov YuV, Martynova NV, et al. A universal approach to the prevention of pathological pregnancy syndrome. Science and innovations in medicine. 2017;1(5):13-23. (In Russ.). [Липатов И.С., Тезиков Ю.В., Мартынова Н.В., и др. Универсальный подход к профилактике синдрома патологической беременности. Наука и инновации в медицине. 2017;1(5):13-23]. doi: 10.35693/2500-1388-2017-0-1-13-23
- Boldyreva MN, Lipova EV, Alexeev LP, et al. Features of urogenital tract’s biota determined by means of real-time PCR among women of reproductive age. Journal of obstetrics and women's diseases. 2009;LVIII(6):36-42. (In Russ.). [Болдырева М.Н., Липова Е.В., Алексеев Л.П., и др. Характеристика биоты урогенитального тракта у женщин репродуктивного возраста методом ПЦР в реальном времени. Журнал акушерства и женских болезней. 2009;LVIII(6):36-42.
- Sukhikh GT, Prilepskaya VN, Trofimov DYu, et al. Application of the real-time polymerase chain reaction method to assess the microbiocenosis of the urogenital tract in women (femoflor test): medical technology. М., 2011:36. (In Russ.). [Сухих Г.Т., Прилепская В.Н., Трофимов Д.Ю., и др. Применение метода полимеразной цепной реакции в реальном времени для оценки микробиоценоза урогенитального тракта у женщин (тест фемофлор): медицинская технология. М., 2011:36].
- Voroshilina ES, Tumbinskaya LV, Donnikov AE, et al. Vaginal biocenosis with a view to quantitative polymerase chain reaction: what is its norm? Obstetrics and Gynegology. 2011;1:57-65. (In Russ.). [Ворошилина Е.С., Тумбинская Л.В., Донников А.Е., и др. Биоценоз влагалища с точки зрения количественной полимеразной цепной реакции: что есть норма? Акушерство и гинекология. 2011;1:57-65].
- Kaganova MA, Spiridonova NV, Kazakova AV, et al. Features of the cervical canal microbiota in prenatal amniorrhea and full-term pregnancy. Obstetrics and Gynegology. 2019;5:77-84. (In Russ.). [Каганова М.А., Спиридонова Н.В., Казакова А.В., и др. Особенности микробиоты цервикального канала при дородовом излитии околоплодных вод и доношенной беременности. Акушерство и гинекология. 2019;5:77-84]. doi: 10.18565/aig.2019.5.77-84
- Lauder AP, Roche AM, Sherrill-Mix S, et al. Comparison of placenta samples with contamination controls does not provide evidence for a distinct placenta microbiota. Microbiome. 2014;4:29. doi: 10.1186/s40168-016-0172-3
- Theis KR, Romero R, Winters AD, et al. Does the human placenta delivered at term have a microbiota? Results of cultivation, quantitative real-time PCR, 16S rRNA gene sequencing, and metagenomics. J Matern Fetal Neonatal Med. 2019;29:1-16. doi: 10.1016/j.ajog.2018.10.018
- de Goffau MC, Lager S, Sovio U, et al. Human placenta has no microbiome but can contain potential pathogens. Nature. 2019;572:1-21. doi: 10.1038/s41586-019-1451-5
- Theis KR, Romero R, Greenberg JM, et al. Consistent Evidence for Microbiota in Murine Placental and Fetal Tissues. mSphere. 2020;5(1):e00933-19. doi: 10.1128/mSphere.00933-19
- Satokari, R, Gronroos T, Laitinen K, et al. Bifidobacterium and Lactobacillus DNA in the human placenta. Lett Appl Microbiol. 2009;48:8-12. doi: 10.1111/j.1472-765X.2008.02475.x
- Zhu L, Luo F, Hu W, et al. Bacterial Communities in the Womb During Healthy Pregnancy. Front Microbiol. Bacterial Communities in the Womb During Healthy Pregnancy. Front Microbiol. 2018;6(9):2163. doi: 10.3389/fmicb.2018.02163
- Bagga R, Arora P. Genital Micro-Organisms in Pregnancy. Front Public Health. 2020;8:225. doi: 10.3389/fpubh. 2020. 00225
- Martinez KA, Romano-Keeler J, Zackular JP, et al. Bacterial DNA is present in the fetal intestine and overlaps with that in the placenta in mice. PLoS ONE. 2018;13(5):e0197439. doi: 10.1371/journal.pone.0197439
- Parnell LA, Briggs CM, Cao B, et al. Microbial communities in placentas from term normal pregnancy exhibit spatially variable profiles. Sci Rep. 2017;7:11200. doi: 10.1038/s41598-017-11514-4
- Leiby JS, McCormick K, Sherrill-Mix S, et al. Lack of detection of a human placenta microbiome in samples from preterm and term deliveries. Microbiome. 2018;6:196. doi: 10.1186/s40168-018-0575-4
- Vanterpool SF, Been JV, Houben ML, et al. Porphyromonas gingivalis within Placental Villous Mesenchyme and Umbilical Cord Stroma Is Associated with Adverse Pregnancy Outcome. PLoS One. 2016;11(1):e0146157. doi: 10.1371/journal.pone.0146157
- Younes JA, Lievens E, Hummelen R, et al. Women and their microbes: the unexpected friendship. Trends Microbiol. 2017;26:16-32. doi: 10.1016/j.tim.2017.07.008
- Cobb CM, Kelly PJ, Williams KB, et al. The oral microbiome and adverse pregnancy outcomes. International Journal of Women’s Health. 2017;8(9):551-559. doi: 10.2147/IJWH.S142730
- Pelzer E, Gomez-Arango LF, Barrett HL, Nitert MD. Maternal health and the placental microbiome. Placenta. 2017;54:30-37. doi: 10.1016/j.placenta.2016.12.003