Features of the microbiota of placenta in full-term pregnancy

Cover Page


Cite item

Full Text

Abstract

Objective: to study the microbial landscape of the placenta in full-term pregnancy and intact fetal membranes.

Materials and methods. 19 pregnant women in the gestational age of 37-41 weeks with intact membranes underwent elective cesarean section at Samara City Clinical Hospital No. 1 named after N.I. Pirogov. Their placental tissues were collected and RT-PCR tests for Lactobacillus spp., Enterobacteriaceae, Streptococcus spp., Staphylococcus spp., Gardnerella vaginalis / Prevotella bivia / Porphyromonas spp., Eubacterium spp., Sneathia spp. / Leptotrihia spp. / Fusobacterium spp, Megasphaera spp. / Veillonella spp. / Dialister spp., Lachnobacterium spp. / Clostridium spp., Mobiluncus spp. / Corynebacterium spp., Peptostreptococcus spp., Atopobiumvaginae, Mycoplasma hominis, Ureaplasma (urealyticum + parvum), Candida spp., Mycoplasma henitalium were performed.

Results. In case of physiological full-term pregnancy the total bacterial mass can be 103.9-103.7 GE/sample on the placenta, it is a normal variant. Sterile placentas were found in 21.1% of cases. “Unknown” microorganisms were revealed in 52.6% of cases, they were unidentified by the standard panel “Femoflor-16”. In other cases Enterobacteriaceae spp. (102.6 GE/sample) were found in the placental tissues in patients with intact fetal membrane. The presence of Lactobacillus spp. in the placental tissues with intact membranes is not typical.

Conclusion. RT-PCR test allow to reveal a small amount of bacterial mass in the placental tissue in case of physiological full-term pregnancy, in which the representatives of Enterobacteriaceae spp. are often time detected.

Full Text

Введение

В современном акушерстве вопрос существования плацентарной микробиоты и ее регулирующего влияния на беременность по-прежнему спорный. Если в прошлом столетии считалось, что плацента, плодные оболочки и околоплодные воды в норме должны быть стерильными [6, 11, 13, 15, 17, 18, 37], то уже в начале 2000-х годов стали появляться работы, свидетельствующие в пользу существования уникального плацентарного микробиома [35, 38]. Было обнаружено, что плацентарные микробы могут быть имплантированы в плаценту через урогенитально-плацентарный, желудочно-кишечнo-плацентарный и орально-плацентарный пути [5, 12, 26, 30, 37]. Анализ полости матки при гистерэктомиях также продемонстрировал ее нестерильность [8]. Микробиота плаценты и околоплодных вод может играть как положительную роль, подготавливая иммунную систему плода к внеутробному существованию, так и отрицательную, так как многие микроорганизмы четко ассоциированы с абортами, хориоамнионитом, преждевременным разрывом плодных оболочек, преждевременными родами и мертворождением [3, 10, 14, 33, 34]. Основными факторами, влияющими на микробиологию плаценты, являются ожирение, гестационный сахарный диабет, пробиотики и антибиотики во время беременности [3, 32]. Научному миру еще предстоит разобраться в особенностях микробиоты фетоплацентарного комплекса и ее влияния на развитие осложнений гестации, материнскую и перинатальную заболеваемость, поэтому исследование микробного пейзажа плаценты при физиологически протекающей доношенной беременности с интактными плодными оболочками представляет интерес, так как может быть взято за исходный ориентир нормы, исходя из которого впоследствии будут формироваться представления о патологической микробиоте, ассоциированной с акушерскими осложнениями.

Цель исследования — изучить микробный пейзаж ткани плаценты при доношенной беременности с помощью ПЦР в режиме реального времени.

Материалы и методы

Исследование выполнено на базе родильных отделений ГБУЗ СГКБ № 1 им. Н.И. Пирогова г. Самары, в него были включены 19 беременных в сроке гестации 37–41 неделя. Все пациентки были родоразрешены путем кесарева сечения в плановом порядке, показаниями к которой были: неправильное положение и предлежание плода, наличие рубца на матке после предыдущего кесарева сечения либо миомэктомии, бесплодие в сочетании с отягощенным акушерским анамнезом или возрастом.

Критерии исключения:

1) беременные, относящиеся к группе высокого риска, согласно порядку оказания помощи по профилю «акушерство и гинекология» № 572 от 01.11.2012 г., по соматической патологии (сахарный диабет, гестационный диабет), особенностям плацентации;

2) наличие острых и обострение хронических воспалительных заболеваний, в том числе наличие кольпита;

3) антибактериальная терапия во время беременности.

Всем пациенткам было выполнено исследование образца плаценты методом ПЦР с детекцией результатов в режиме реального времени (набор «Фемофлор-16») и применения детектирующего амплификатора ДТ-96 производства ООО «НПО ДНК-Технология» (РУ ФСР 2009/04663, патент № 2362808 от 13.02.08). ПЦР-исследования были выполнены на базе лаборатории научного отдела компании ООО «НПФ ДНК-Технология». Во время кесарева сечения плаценту извлекали и в пределах операционного поля в стерильных условиях проводили забор образца. Посередине расстояния от места прикрепления пуповины до наиболее отдаленной точки края плаценты с помощью стерильного конхотома с диаметром рабочей поверхности 9,4 мм отсекали стандартный образец ткани плаценты, с захватом всей толщи плаценты (амнион, хорионическая пластинка, ворсинка и базальная пластинка), который затем помещали в пробирку 1,5 мл эппендорф с транспортной средой («Проба-Рапид» производства ООО «НПО ДНК-Технология»). Исходно методика «Фемофлор-16» была разработана для оценки состояния влагалища, нами использовалась с целью оценки микробного состава плаценты. Данная технология предусматривает анализ биоты различных биотопов, также она может быть применена для анализа микрофлоры плодных оболочек [1, 2, 4]. Методика «Фемофлор-16» включает в себя определение следующих микроорганизмов: Lactobacillus spp., Enterobacteriaceae, Streptococcus spp., Staphylococcus spp., Gardnerella vaginalis / Prevotellabivia / Porphyromonas spp., Eubacterium spp., Sneathia spp. / Leptotrihia spp. / Fusobacterium spp., Megasphaera spp. / Veillonella spp. / Dialister spp., Lachnobacterium spp. / Clostridiums pp., Mobiluncus spp. / Corynebacterium spp., Peptostreptococcus spp., Atopobium vaginae, Mycoplasma hominis, Ureaplasma (urealyticum + parvum), Candida spp., Mycoplasma henitalium.

При анализе оценивался контроль взятия материала (КВМ), который во всех случаях был адекватным (более 104 ГЭ/образец), определялась общая бактериальная масса (ОБМ) — лабораторная ОБМ, Lactobacillus spp. и остальных вышеперечисленных видов, входящих в данную панель. Количественная оценка выявленных микроорганизмов приводилась как в абсолютных, так и в относительных показателях к лабораторной ОБМ. Расчетная ОБМ представляет собой суммарное количество микроорганизмов в процентах. Абсолютный показатель — количество ДНК искомого микроорганизма в образце, выраженное в геном-эквивалентах (ГЭ), представленное в виде десятичного логарифма (lg). Относительная частота представляет количество выявленного микроорганизма по отношению к лабораторной ОБМ в процентах.

Со всех плацент интраоперационно также производился забор мазка на бактериологическое исследование в пробирки для культивирования на стандартных средах для аэробов и анаэробов.

Статистический анализ. Обработку результатов исследования проводили с помощью программы Statistica 10.0, SPSS 13. Данные результатов ПЦР-РВ представлены как абсолютные количества в виде среднего десятичных логарифмов. Частота выявления микроорганизмов представлена в процентах, а также в относительных процентах лабораторной ОБМ. Количественные показатели представлены средним арифметическим (М) со стандартным отклонением (δ). Сравнение абсолютного количества в группах выполнялось с помощью критерия Манна – Уитни.

Результаты исследования

Средний возраст обследуемых составил 31,0 ± 5,3 года, частота первых родов составила 36,8 %, среднее количество беременностей на одну пациентку — 2,47 ± 1,71. Срок гестации — 39,3 ± 0,65 нед. (39–40,5 нед.).

Все образцы имели хороший контроль взятия мазка (КВМ): 106,0 ГЭ/образец (минимум 103,7 ГЭ/образец, максимум 106,6 ГЭ/образец). Результаты анализа ПЦР-РВ образцов плаценты представлены в таблице.

 

Таблица. Распределение микроорганизмов плаценты при доношенной беременности, определенное методом ПЦР–РВ / Table. The distribution of placental microorganisms determined by RT–PCR in case of full–term pregnancy

Признак

Относительная частота, % (M ± m)

Абс., lg (М)

Контроль взятия материала

–

6,00

Общая бактериальная масса лабораторная

100

4,01

Общая бактериальная масса расчетная

3,71 ± 0,19

2,58

Lactobacillus spp.

–

–

Enterobacteriaceae spp.

3,71 ± 0,19

2,58

Streptococcus spp.

–

–

Staphylococcus spp.

–

–

Gardnerella vaginalis + Prevotellabivia + Porphyromonas spp.

–

–

Eubacterium spp.

–

–

Sneathia spp. + Leptotrichia spp. + Fusobacterium spp.

–

–

Megasphaera spp. + Veillonella spp. + Dialister spp.

–

–

Lachnobacterium spp. + Clostridium spp.

–

–

Mobiluncus spp. + Corynebacterium spp.

–

–

Peptostreptococcus spp.

–

–

Atopobiumvaginae

–

–

Candida spp.

–

–

Mycoplasma hominis

–

–

Ureaplasma (urealyticum + parvum)

–

–

Mycoplasma genitalium

–

–

Неизвестные виды

96,29 ± 0,19

3,99

 

Выявлены значимые различия между лабораторной и расчетной ОБМ. Лабораторная ОБМ была выше (104,01 ± 103,92 ГЭ/образец), чем расчетная (102,58 ± 102,18 ГЭ/образец; U = 3,09; p = 0,002). Частота выявления лабораторной ОБМ составила 15 случаев (79 %), частота положительной расчетной ОБМ была ниже — в 5 случаях (26 %) при р ≤ 0,001, то есть результат лабораторной ОБМ соответствовал результату расчетной.

Стерильные плаценты (лабораторная и расчетная ОБМ не определяются) были выявлены в 4 случаях (21,1 %). Наибольшую частоту составляли так называемые неизвестные виды — 10 случаев (52,6 %). Под «неизвестными» видами мы понимали ситуации, когда лабораторная ОБМ определялась, то есть присутствовало наличие ДНК некой микробной массы, а при подсчете расчетной ОБМ, то есть наличие ДНК 16 видов микроорганизмов, определяемых при помощи набора «Фемофлор-16», количество было меньше, соответственно разницу и составляли «неизвестные» виды (см. рисунок).

 

Рисунок. Частота выявления микроорганизмов в тканях плаценты при доношенной беременности / Figure. Detection rate of microorganisms in the placental tissues in full-term pregnancy

 

Из микроорганизмов, входящих в панель Фемофлор-16, в 5 случаях (26,3 %) выявлены представители Enterobacteriaceae spp., что составило 26,3 %, в низком титре (102,58 ГЭ/образец, минимум 102,1 — максимум 103,2)относительная частота составила 3,71 ± 0,19 %, при этом максимальный процент в соотношении приходился на «неизвестные» виды (96,3 ± 0,19 %).

Во всех случаях также проводилось бактериологическое исследование мазка с плацент. Роста микрофлоры в посевах не было во всех случаях, независимо от полученной ОБМ при анализе ПЦР-РВ.

Обсуждение результатов

Появление современных методов исследования, таких как амплификация генов и секвенирование ДНК, позволило совершить прорыв в исследовании метагеномики, которая может идентифицировать геном хозяина с обитающими микроорганизмами в определенной эконише. С внедрением новых методов вопрос о существовании микробиоты плаценты и понятие, что есть его норма и патология при беременности, приобрел особую актуальность.

Более современные исследования с применением культуральных и метагеномных методик демонстрируют наличие микроорганизмов в полости матки и плаценте при физиологически протекающей беременности [5, 14, 23, 29, 30].

В ряде других исследований указывается, что существование плацентарной микробиоты весьма сомнительно, так как бактериальная колонизация имеет низкую биомассу и, следовательно, может являться просто результатом загрязнения [16, 21, 22].

Большинство микроорганизмов, населяющих человеческий организм, не растут in vitro, и поэтому исследование микробиома стало доступным только при использовании высокотехнологичных методов: секвенировании генома, ПЦР-диагностике. Проект «Микробиом человека» [32] был начат в 2008 г. Национальным институтом здоровья (NICE) с целью характеристики колонизации всего бактериального сообщества «Тело человека». Это позволило бы определить, существует ли связь между микробиомными изменениями и появлением специфических заболеваний [36].

Если в более ранних публикациях речь шла о Lactobacillus и Bifidobacterium как обитателях нормальной кишечной микрофлоры в биоптатах плаценты [35], то сейчас при физиологически протекающей беременности во многих исследованиях доказано пребывание в тканях плаценты ДНК Enterobacteriaceae spp. [25, 33]. Enterobacteriaceae spp. и Thermus являются доминирующими в децидуальной ткани [25]. По результатам A.L. Prince и соавт. [33], как правило, в плаценте выявляются Рroteobacteria, Enterobacteriaceae (Enterobacter, Escherichia, Shigella), Lactobacillus и Propionbacteriaceae. В ряде работ обнаружено возможное выявление Staphylococcus spp. и Streptococcus spp. в околоплодных водах и в плацентах [7, 33]. В нашем исследовании мы выявили только представителей семейства Enterobacteriaceae, остальная часть ОБМ представлена неидентифицируемой ДНК бактерий.

Наличие Lactobacillus и Propionibacterium в плаценте, а также в кишечнике плода позволяет плоду проявлять толерантность к бактериям после рождения через феномен прайминга, поскольку он влияет на врожденную экспрессию гена иммунной реакции у плода и создание здорового микробиома у новорожденного [12, 33]. Однако в нашем исследовании бактерии выявлены не были. Доказано, что присутствие микробной колонизации плаценты у большинства женщин без явных неблагоприятных перинатальных исходов подтверждает, что плацентарный микробиом может быть полезным [24, 30].

Секвенирование всего генома выявило, что плацента содержит уникальный микробиом, несколько похожий на оральный, а не вагинальный [5, 17]. Однако не совсем понятно: это сходство характерно для физиологически протекающей беременности, или связь реализуется при инфекциях пародонта и впоследствии приводит к повышению частоты осложнений [28, 33, 35]. Так, предполагаемая связь между дисбиозом полости рта и осложнениями беременности ставит в центр дискуссии вопрос о микробиоте плаценты: клинические исследования связи между гингивитом и преждевременными родами выявили наличие бактерий в очень старых структурах плаценты: виллезном дереве и базальной пластинке [39]. Предполагается, что бактерии могут передаваться из полости рта в плаценту гематогенным путем, а не восходящим путем из нижних половых путей. Наиболее распространенные изоляты из плаценты — Protobacteria, Bacteroides, Fusobacteria и Tenericutes [41], Firmicutes [25].

Культурально-зависимые исследования идентифицировали представителей родов Prevotella, Bacteroides, Peptostreptococcus, Gardnerella, Mobiluncus и Mycoplasma genitalium в плацентах женщин, родивших недоношенных детей с преэклампсией или без нее, что предполагает участие нескольких штаммов бактерий в патогенезе акушерских осложнений [31]. Как видно, все они являются участниками формирования бактериального вагиноза. Исследования плацентарной микробиоты при преждевременных родах на основе ДНК показали повышенное содержание видов Burkholderia и Protobacteria, а также Actinomyce ssp. и других смешанных некультивируемых анаэробов [9, 27, 31]. Однако в случае хориоамнионита было зарегистрировано более высокое содержание Streptococcus agalactiae, Fusobacterium nucleatum и Ureaplasma parvum [31]. У половины пациенток с преждевременными родами и положительной микробной культурой плаценты были выявлены типичные представители полости рта: Bergeyella sp., Clostridium sp., Actinomyces sp., Peptostreptococcus sp. и Candida albicans [19, 20, 40].

В нашем исследовании были предприняты все меры по исключению загрязнения образцов (стерильное операционное поле, отсутствие контакта с кожными покровами); контрольные технические образцы в отличие от образцов плацентарной ткани не содержали ОБМ. Таким образом, плацента содержит некую ДНК микроорганизмов. Возможно, это не та микробиота, о которой принято говорить, и компоненты которой могут быть культивированы при микробиологическом исследовании, но тем не менее этот орган находится не в стерильной среде и содержит признаки наличия микробного генетического материала. Несовпадение лабораторной ОБМ и суммарного количества идентифицированных микроорганизмов — рассчитанной ОБМ — говорит о том, что в исследуемом биоматериале присутствуют микроорганизмы, выявление которых не предусмотрено используемым набором реагентов.

Наше исследование подтвердило данные других авторов [25, 33, 41] о наиболее часто идентифицируемой Enterobacteriaceae spp. в плаценте при физиологически протекающей беременности; выявление Lactobacillus в плаценте является нехарактерной ситуацией при интактных плодных оболочках. Роста микрофлоры при микробиологическом исследовании выявлено не было. Это свидетельствует в пользу того, что либо на плаценте присутствуют трудно культивируемые на стандартных средах микроорганизмы, либо, возможно, плацента не содержит жизнеспособных бактерий, и фактически обнаруженный микробиом — это высвобожденное ДНК микроорганизмов.

Выводы

При физиологически протекающей доношенной беременности в тканях плаценты допустимо присутствие микроорганизмов с общей бактериальной массой 104,0 ± 103,9 ГЭ/образец. В образцах плаценты нами выявлено преобладание лабораторной ОБМ над расчетной, то есть в анализах присутствовало ДНК микроорганизмов, неидентифицируемое стандартной панелью «Фемофлор-16» — «неизвестные» микроорганизмы (52,6 %). Стерильные плаценты при ПЦР-РВ встречались в 21 % случаев, тогда как при микробиологическом исследовании роста не было ни в одном случае. В норме при целом плодном пузыре на тканях плаценты могут определяться представители Enterobacteriaceae spp. (102,6 ГЭ/образец).

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

×

About the authors

Alina A. Bezrukova

Samara State Medical University

Author for correspondence.
Email: bezzrukovaa@yandex.ru

assistant of the Department of Food Hygiene with a Course of Hygiene for Children and Adolescents

Russian Federation, Samara

Natalya V. Spiridonova

Samara State Medical University

Email: nvspiridonova@mail.ru

Doctor of Medical Sciences, Professor, Head of the Department of Obstetrics and Gynecology, IPE

Russian Federation, Samara

Maria A. Kaganova

Samara State Medical University

Email: mkaganova@yandex.ru

Candidate of Medical Sciences, Associate Professor, Department of Оbstetrics and Gynecology, IPE

Russian Federation, Samara

Darya A. Galkina

Samara City Clinical Hospital No. 1 named after N.I. Pirogov

Email: darya.golubeva.1992@mail.ru

MD, Obstetrician-Gynecologist

Russian Federation, Samara

References

  1. Болдырева М.Н., Липова Е.В., Алексеев Л.П. и др. Характеристика биоты урогенитального тракта у женщин репродуктивного возраста методом ПЦР в реальном времени // Журнал акушерства и женских болезней. – 2009. – Т. 58. – № 6. – С. 36–42. [Boldyreva MN, Lipova EV, Alexeev LP, et al. Features of urogenital tract’s biota determined by means of real-time pcr among women of reproductive age. Journal of obstetrics and women’s diseases. 2009;58(6):36–42. (In Russ.)]
  2. Ворошилина Е.С., Тумбинская Л.В., Донников А.Е. и др. Биоценоз влагалища с точки зрения количественной полимеразной цепной реакции: что есть норма? // Акушерство и гинекология. – 2011. – № 1. – С. 57–65. [Voroshilina ES, Tumbinskaya LV, Donnikov AE, et al. Vaginal biocenosis in the context of view of quantitative polymerase chain reaction: what is its norm? Obstetrics and gynecology. 2011;(1):57–65. (In Russ.)]
  3. Попова Е.Н., Гордеев И.Г. Современные представления о микробиоме человека. Микробиота / под ред. Е.Л. Никонова, Е.Н. Попова. – М.: Медиа Сфера, 2019. – С. 5–19. [Popova EN, Gordeev IG. Sovremennye predstavleniya o mikrobiome cheloveka. Mikrobiota. Ed. by E.L. Nikonova, E.N. Popova. Moscow: Media Sfera; 2019. P. 5–19. (In Russ.)]
  4. Сухих Г.Т., Прилепская В.Н., Трофимов Д.Ю. и др. Применение метода полимеразной цепной реакции в реальном времени для оценки микробиоценоза урогенитального тракта у женщин (тест фемофлор): медицинская технология. – М., 2011. – 36 с. [Sukhikh GT, Prilepskaya VN, Trofimov DYu, et al. Primeneniye metoda polimeraznoy tsepnoy reaktsii v realnom vremeni dlya otsenki mikrobiotsenoza urogenitalnogo trakta u zhenshchin (test femoflor): meditsinskaya tekhnologiya. Moscow, 2011. 36 p. (In Russ.)]
  5. Aagaard K, Ma J, Antony KM, et al. The placenta harbors a unique microbiome. Sci Transl Med. 2014;(6):237ra265. https://doi.org/10.1126/scitranslmed.3008599.
  6. Ansbacher R, Boyson WA, Morris JA. Sterility of the uterine cavity. Am J Obstet Gynecol. 1967;99:394–396. https://doi.org/10.1016/S0002-9378(16)34549-5.
  7. Bagga R, Arora P. Genital micro-organisms in pregnancy. Front. Public Health. 2020;(8):225. https://doi.org/10.3389/fpubh.2020.00225.
  8. Mitchell CM, Haick A, Nkwopara, et al. Colonization of the upper genital tract by vaginal bacterial species in non-pregnant women. Am J Obstet Gynecol. 2015;212(5):611.e1–611.e9. https://doi.org/10.1016/ j.ajog.2014.11.043.
  9. Cobb CM, Kelly PJ, Williams KB, et al. The oral microbiome and adverse pregnancy outcomes. Int J Womens Health. 2017;(9):551–559. https://doi.org/10.2147/IJWH.S142730.
  10. Chen HJ, Gur TL. Intrauterine microbiota: Missing, or the missing link? Trends Neurosci. 2019;42:402–413. https://doi.org/10.1016/j.tins.2019.03.008.
  11. Cherouny PH, Pankuch GA, Botti JJ. Occult intraamniotic infection at the time of midtrimester genetic amniocentesis: A reassessment. Infect Dis Obstet Gynecol. 1994;2:136–139. https://doi.org/10.1155/S1064744994000530.
  12. Collado MC, Rautava S, Aakko J, et al. Human gut colonisation may be initiated in utero by distinct microbial communities in the placenta and amniotic fluid. Sci Rep. 2016;6:23129. https://doi.org/10.1038/srep23129.
  13. Fernandez H, Montuclard B, Guibert M. Does intraamniotic infection in the early phase of the second trimester really exist? Am J Obstet Gynecol. 1996;175:1077–1078.
  14. Fox C, Eichelberger K. Maternal microbiome and pregnancy outcomes. Fertil Steril. 2015;104(6):1358–1363. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2015.09.037.
  15. Gervasi MT, Romero R, Bracalente G, et al. Midtrimester amniotic fluid concentrations of interleukin-6 and interferon-gamma-inducible protein-10: Evidence for heterogeneity of intra-amniotic inflammation and associations with spontaneous early (32 weeks) preterm delivery. J Perinat Med. 2012;(4):329–343. https://doi.org/10.1515/jpm-2012-0034.
  16. Goffau MC, Lager S, Sovio U, et al. Human placenta has no microbiome but can contain potential pathogens. Nature. 2019;(572):1–21. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1451-5.
  17. Goldenberg RL, Hauth JC, Andrews WW. Intrauterine infection and preterm delivery. N Engl J Med. 2000;(342):1500–1507. https://doi.org/10.1056/NEJM200005183422007.
  18. Han YW, Shen T, Chung P, et al. Uncultivated bacteria as etiologic agents of intra-amniotic inflammation leading to preterm birth. J Clin Microbiol. 2009;(47):38–47. https://doi.org/10.1128/JCM.01206-08.
  19. Tuominen H, Rautava S, Syrjänen S, et al. HPV infection and bacterial microbiota in the placenta, uterine cervix and oral mucosa. Sci Rep. 2018;8(1):9787. https://doi.org/10.1038/s41598-018-27980-3.
  20. Ren H, Du M. Role of maternal periodontitis in preterm birth. Front Immunol. 2017;(8):139. https://doi.org/10.3389/fimmu.2017.00139.
  21. Theis KR, Romero R, Greenberg JM, et al. No consistent evidence for microbiota in murine placental and fetal tissues. mSphere. 2020;5(1):e00933-19. https://doi.org/10.1128/mSphere.00933-19.
  22. Theis KR, Romero R, Winters AD, et al. Does the human placenta delivered at term have a microbiota? Results of cultivation, quantitative real-time PCR, 16S rRNA gene sequencing, and metagenomics. J Matern Fetal Neonatal Med. 2019;29:1–16. https://doi.org/10.1016/ j.ajog.2018.10.018.
  23. Lauder AP, Roche AM, Sherrill-Mix S, et al. Comparison of placenta samples with contamination controls does not provide evidence for a distinct placenta microbiota. Microbiome. 2016;(4):29. https://doi.org/10.1186/s40168-016-0172-3.
  24. Leiby JS, McCormick K, Sherrill-Mix S, et al. Lack of detection of a human placenta microbiome in samples from preterm and term deliveries. Microbiome. 2018;(6):196. https://doi.org/10.1186/s40168-018-0575-4.
  25. Lihong Zhu, Fei Luo, Wenjing Hu, et al. Bacterial communities in the womb during healthy pregnancy. Front Microbiol. 2018;(9):2163. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.02163.
  26. Lim ES, Rodriguez C, Holtz LR. Amniotic fluid from healthy term pregnancies does not harbor a detectable microbial community. Microbiome. 2018;(6):87. https://doi.org/10.1186/s40168-018-0475-7.
  27. Sanz M, Kornman K. Periodontitis and adverse pregnancy outcomes: Consensus report of the joint EFP/AAP workshop on periodontitis and systemic diseases. J Periodontol. 2013;84(4 Suppl.):164–169. https://doi.org/ 10.1902/jop.2013. 1340016.
  28. Martinez KA, Romano-Keeler J, Zackular JP, et al. Bacterial DNA is present in the fetal intestine and overlaps with that in the placenta in mice. PLoS One. 2018;13(5):e0197439. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0197439.
  29. Neuman H, Koren O. The pregnancy microbiome. Nestle Nutr Inst Workshop Ser. 2017;(88):1–9. https://doi.org/10.1159/000455207.
  30. Parnell LA, Briggs CM, Cao B, et al. Microbial communities in placentas from term normal pregnancy exhibit spatially variable profiles. Sci Rep. 2017;(7):11200. https://doi.org/10.1038/s41598-017-11514-4.
  31. Pelzer E, Gomez-Arango LF, Barrett HL, et al. Maternal health and the placental microbiome. Placenta. 2017;54:30–37. https://doi.org/10.1016/j.placenta.2016.12.003.
  32. Peterson J, Garges S, Giovanni M, et al. The NIH human microbiome project. Genome Res. 2009;(12):2317–2323. https://doi.org/10.1101/gr.096651.109.
  33. Prince AL, Ma J, Kannan PS, et al. The placental membrane microbiome is altered among subjects with spontaneous preterm birth with and without chorioamnionitis. Am J Obstet Gynecol. 2016;214(5):627.e1–627.e16. https://doi.org/10.1016/j.ajog.2016.01.193.
  34. Romero R. Prenatal medicine: The child is the father of the man. J Matern Fetal Neonatal Med. 2009;(22):636–639. https://doi.org/ 10.1080/14767050902784171.
  35. Satokari R, Gronroos T, Laitinen K, et al. Bifidobacterium and Lactobacillus DNA in the human placenta. Lett Appl Microbiol. 2009;48(1):8–12. https://doi.org/10.1111/j.1472-765X.2008.02475.x.
  36. Solt I. The human microbiome and the great obstetrical syndromes: A new frontier in maternal-fetal medicine. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 2015;29(2):165–175. https://doi.org/10.1016/j.bpobgyn.2014.04.024.
  37. Steel JH, Malatos S, Kennea N, et al. Bacteria and inflammatory cells in fetal membranes do not always cause preterm labor. Pediatr Res. 2005;(57):404–411. https://doi.org/10.1203/01.PDR.0000153869.96 337.90.
  38. Stout MJ, Conlon B, Landeau M, et al. Identification of intracellular bacteria in the basal plate of the human placenta in term and preterm gestations. Am J Obstet Gynecol. 2013;208(3):226.e1–7. https://doi.org/ 10.1016/j.ajog.2013.01.018.
  39. Vanterpool SF, Been JV, Houben ML, et al. Porphyromonas gingivalis within placental villous mesenchyme and umbilical cord stroma is associated with adverse pregnancy outcome. PLoS One. 2016;11(1):e0146157. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0146157.
  40. Wang YL, Liou JD, Pan WL. Association between maternal periodontal disease and preterm delivery and low birth weight. Taiwan J Obstet Gynecol. 2013;52(1):71–76. https://doi.org/10.1016/j.tjog.2013. 01.011.
  41. Younes JA, Lievens E, Hummelen R, et al. Women and their microbes: The unexpected friendship. Trends Microbiol. 2017;26(1):16–32. https://doi.org/10.1016/ j.tim.2017.07.008.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Figure. Detection rate of microorganisms in the placental tissues in full-term pregnancy

Download (47KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2020 Bezrukova A.A., Spiridonova N.V., Kaganova M.A., Galkina D.A.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies